СРАВНИТЕЛЬНЫЙ АНАЛИЗ МЕТОДОВ ДЕЗИНТЕГРАЦИИ КЛЕТОК CHLORELLA SOROKINIANA, ПОВЫШАЮЩИХ ЭФФЕКТИВНОСТЬ ЭКСТРАКЦИИ ВНУТРИКЛЕТОЧНЫХ ВОДОРАСТВОРИМЫХ БЕЛКОВ
Аннотация
Целью исследования был сравнительный анализ методов дезинтеграции (использование фермента лизоцима, сверхвысокочастотного излучения и ультразвука) клеток микроводорослей Chlorella vulgaris Beijer IPPAS C-1 (Chlorella sorokiniana), позволяющих извлечь максимальное количество водорастворимого внутриклеточного белка с минимальными затратами. Дезинтеграция клеток микроводорослей позволяет значительно увеличить выход водорастворимого белка до 10,4 раза по сравнению с контролем (биомасса микроводорослей с целыми клетками). Время дезинтеграции также является важным фактором, величина которого прямо пропорционально влияет на затраты материальных и энергетических ресурсов. Наиболее перспективными методами дезинтеграции с точки зрения сокращения времени на обработку являются сверхвысокочастотное излучение и ультразвук. Сверхвысокочастотное излучение в большинстве случаев приводит к значительному сокращению числа крупных клеток из-за возникновения локальных микроскопических перегревов, вскипанию внутриклеточной воды и разрыву клеток, и, соответственно, уменьшению средней площади поверхности клеток микроводорослей. Ультразвук вызывает увеличение средней площади поверхности клеток при энергетических затратах не более 7,5 кДж энергии на 25 мл суспензии, по-видимому, из-за отрыва макромолекул и молекулярных комплексов с внешней поверхности цитоплазматической мембраны и клеточной стенки. Увеличение энергетических затрат более 7,5 кДж энергии на 25 мл суспензии приводит к разрушению крупных клеток микроводорослей и вызывает снижение средней площади поверхности клеток. Использование этих методов позволяет значительно сэкономить время по сравнению с ферментативным методом обработки биомассы. При этом, с учетом величины выхода водорастворимого внутриклеточного белка, более перспективным методом является циклическое воздействие ультразвуком.
Литература
Chisti Y. Constraints to commercialization of algal fuels. J. Biotechnol. 2013. V. 167. N 3. P. 201-214. DOI: 10.1016/j.jbiotec.2013.07.020.
Lytkina L.I., Shentsova E.S., Koptev D.V., Sitnikov N.Yu. The bioreactor with use of impeller mixers for cul-tivation of biomass of microalgas. Vestn. VGUIT. 2019. V. 81. N 1. P. 32-35 (in Russian). DOI: 10.20914/2310-1202-2019-1-32-35.
Kalenik T.K., Dobrynina E.V., Ostapenko V.M., Torii Ya., Khiromi Yu. Research of pigments of blue-green al-gae spirulina platensis for practical use in confectionery technology. Vestn. VGUIT. 2019. V. 81. N 2. P. 170-176 (in Russian). DOI: 10.20914/2310-1202-2019-2-170-176.
Becker E.W. Micro-algae as a source of protein. Biotech-nol. Adv. 2007. V. 25. N 2. P. 207-210. DOI: 10.1016/j.biotechadv.2006.11.002.
Sathasivam R., Radhakrishnan R., Hashem A., Abd_Allah E.F. Microalgae metabolites: A rich source for food and medicine. Saudi J. Biolog. Sci. 2019. V. 26. N 4. P. 709-722. DOI: 10.1016/j.sjbs.2017.11.003.
Alam M.A., Xu J.-L., Wang Z. Microalgae biotechnology for food, health and high value products. Singapore: Springer. 2020. 483 p. DOI: 10.1007/978-981-15-0169-2.
Sedighi M., Jalili H., Darvish M., Sadeghi S., Ranaei-Siadat S-O. Enzymatic hydrolysis of microalgae proteins using serine proteases: A study to characterize kinetic parameters. Food Chem. 2019. V. 284. P. 334–339. DOI: 10.1016/j.foodchem.2019.01.111.
Rojas V., Rivas L., Cárdenas C., Guzmán F. Cyanobac-teria and Eukaryotic Microalgae as Emerging Sources of Antibacterial Peptides. Molecules. 2020. V. 25. N 24. P. 5804. DOI: 10.3390/molecules25245804.
Dixon C., Wilken L. Green microalgae biomolecule sepa-rations and recovery. Bioresour. Bioprocess. 2018. V. 5. N 14. DOI: 10.1186/s40643-018-0199-3.
Baudelet P.-H., Ricochon G., Linder M., Muniglia L. A New insight into cell walls of Chlorophyta. Algal Res. 2017. V. 25. P. 333-371. DOI: 10.1016/j.algal.2017.04.008.
Lee S.Y., Cho J.M., Chang Y.K., Oh Y.-K. Cell disruption and lipid extraction for microalgal biorefineries: a re-view. Bioresour. Technol. 2017. V. 244. N 2. P. 1317-1328. DOI: 10.1016/j.biortech.2017.06.038.
Cronmiller E., Toor D., Shao N.C., Kariyawasam T., Wang M.H., Lee J.-H. Cell wall integrity signaling regu-lates cell wall-related gene expression in Chlamydomonas reinhardtii. 2019. V. 9. N 1. DOI: 10.1101/543280.
Molina-Grima E., Belarbi E., Acien G. Recovery of microalgal biomass and metabolites: Process options and economics. Biotechnol. Adv. 2003. V. 20. P. 491-515. DOI: 10.1016/S0734-9750(02)00050-2.
Lee A.K., Lewis D.M., Ashman P.J. Disruption of microalgal cells for the extraction of lipids for biofuels: processes and specific energy requirements. Bio. Bioenergy. 2012. V. 46. P. 89–101. DOI: 10.1016/j.biombioe.2012.06.034.
Show K.-Y., Lee D.-J., Tay J.-H., Lee T.-M., Chang J.-S. Microalgal drying and cell disruptionrecent advances. Bioresour. Technol. 2015. V. 184. P. 258–266. DOI: 10.1016/j.biortech.2014.10.139.
Smyatskaya Y.A., Kuznetsova T.A., Politaeva N.A., Amira T., Atamanyuk I.V., Razgovorov P.B. Study of chemical composition and properties of biomass of Chlorella sorokiniana under influence of different physical factors. ChemChemTech [Izv. Vyssh. Uchebn. Zaved. Khim. Khim. Tekhnol.]. 2019. V. 62. N 2. P. 72-78. DOI: 10.6060/ivkkt.20196202.5796.
Temnov M.S., Ustinskaya Y.V., Eskova M.A., Mer-onyuk K.I., Golubyatnikov O.O., Dvoretsky S.I., Dvo-retsky D.S. Analysing the influence of cultivation condi-tions on the activity of metabolic pathways of bcaa bio-synthesis in Chlorella vulgaris microalgae. Chem. Eng. Transact. 2021. V. 86. P. 169-174. DOI: 10.3303/CET2186029.
Zheng H., Yin J., Gao Z., Huang H., Ji. X., Dou C. Disruption of Chlorella vulgaris cells for the release of biodiesel-producing lipids: a comparison of grinding, ultrasonication, bead milling, enzymatic lysis, and micro-waves. Appl. Biochem. Biotechnol. 2011. V. 164. N 7. P. 1215-1224. DOI: 10.1007/s12010-011-9207-1.
Al-Zuhair S., Ashraf S., Hisaindee S., Darmaki N.A., Battah S., Svistunenko D., Reeder B., Stanway G., Chaudhary A. Enzymatic pretreatment of microalgae cells for enhanced extraction of proteins. Eng. Life Sci. 2017. V. 17. P. 175–185. DOI: 10.1002/elsc.201600127.
Fluorometer for the quantitation of DNA, RNA, and protein. https://www.geneon.net/products/devices-tools/fluorometer-for-dna-rna-and-protein-1.
Gradova N.B., Babusenko E.S., Gornova I.B. Laboratory manual in general microbiology. М.: Deli Print. 2004. 144 p. (in Russian).
Gálvez-Iriqui A.C., Plascencia-Jatomea M., Bautista-Baños S. Lysozymes: characteristics, mechanism of ac-tion and technological applications on the control of pathogenic microorganisms. Rev. Tex. Fitopatol. 2020. V. 38. N 3. P. 1 -24. DOI: 10.18781/R.MEX.FIT.2005-6.
Antusheva T.I. Some features of the effect of ultrasound on microorganisms. Zhivye Biokostnye Sistemy. 2013. N 4. P. 1-11 (in Russian).
Wilson K., Walker J. Principles and techniques of bio-chemistry and molecular biology. M.: BINOM. 2015. 855 p. (in Russian).
Pandey A., Negi S., Binod P., Larroche C. Pretreatment of biomass: processes and technologies. Elsevier. 2014. 272 p.
Zhang R., Chen J., Zhang X. Extraction of intracellular protein from Chlorella pyrenoidosa using a combination of ethanol soaking, enzyme digest, ultrasonication and homogenization techniques. Bioresour. Technol. 2018. V. 247. P. 267-272. DOI: 10.1016/j.biortech.2017.09.087.
Hildebrand G., Poojary M., O’Donnell C., Lund M.N., Garcia-Vaquero M., Tiwari B.K. Ultrasound-assisted processing of Chlorella vulgaris for enhanced protein extraction. J. Appl. Phycol. 2020. V. 32. P. 1709–1718. DOI: 10.1007/s10811-020-02105-4.
Dvoretsky D., Dvoretsky S., Temnov M., Akulinin E., Zuorro A. The effect of the complex processing of mi-croalgae Chlorella vulgaris on the intensification of the lipid extraction process. Chem. Eng. Transact. 2017. V. 57. P. 721-726. DOI: 10.3303/CET1757121.
