ПОЛИМЕРНЫЕ НОСИТЕЛИ ДЛЯ ИММОБИЛИЗАЦИИ ФЕРМЕНТОВ В СИНТЕЗЕ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫХ СОЕДИНЕНИЙ
Аннотация
В работе представлен синтез биокатализаторов на основе пероксидазы корня хрена, иммобилизованной на коммерчески доступные полимерные носители: сверхсшитый полистирол марки MN-100 и Sepabeads EC-HA. Иммобилизация осуществлялась путем ковалентной сшивки фермента с носителем при помощи глутарового альдегида. Глутаровый альдегид способен образовывать основания Шиффа, которые обеспечивают прочную связь между ферментом и носителем. Установлено, что оптимальное количество глутарового альдегида для ковалентного связывания HRP с поверхностью коммерческого носителя составляет 0,2 г/л. Представленные в работе биокатализаторы пероксидаза/MN-100 и пероксидаза/Sepabeads EC-HA проявили хорошую активность в процессе окисления 2-метилнафтола до 2-метил-1,4-нафтогидрохинона (витамин К4). Биокатализатор на основе MN-100 показал более высокую активность по сравнению с биокатализатором Sepabeads EC-HA, что, вероятно, связано с различной структурой поверхности исходных полимерных подложек. Образцы сохраняли свою активность при повторных применениях в десяти повторных случаях. Высокая стабильность биокатализаторов пероксидаза/MN-100 и пероксидаза/Sepabeads EC-HA объясняется высокой сорбционной способностью коммерческих полимерных носителей MN-100 и Sepabeads EC HA и образованием прочных ковалентных связей между ферментом и носителем. Были также определены оптимальные условия окисления 2-метилнафтола до 2-метил-1,4-нафтогидрохинона с использованием синтезированных биокаталитических систем. В работе подобраны оптимальные условия для окисления предложенного субстрата: температура 40 °C и pH 7,2. В качестве окислителя был использован недорогой и экологически безопасный пероксид водорода. Представленные результаты, несомненно, внесут положительный вклад в развитие химической и фармацевтической промышленности.
Литература
Matveeva O.V., Lukina N.V., Doluda V.Yu., Sulman E.M. Current trends of application of oxyreductases in industry. Izv. Vyssh. Uchebn. Zaved. Khim. Khim. Tekhnol. 2013. V. 56. N 11. P. 13 – 18 (in Russian).
Grosu E.F., Carja G., Froidevaux R. Development of horseradish peroxidase/layered double hydroxide hybrid ca-talysis for phenol degradation. Chem. Intermed. 2018. 44. P. 7731. DOI: 10.1007/s11164-018-3583-x.
Ai J., Zhang W., Liao G., Xia H., Wang D. Immobilization of horseradish peroxidase enzymes on hydrous-titanium and application for phenol removal. RSC Adv. 2016. N 6. P. 38117-38123. DOI: 10.1039/C6RA02397E.
Dahili L.A., Kelemen-Horvath L., Feczko T. 2,4-dichlorophenol removal by purified horseradish peroxidase enzyme and crude extract from horseradish immobilized to nano spray dried ethyl cellulose particles. Process. Biochem. 2015 N 50. P. 1835-1842. DOI: 10.1016/j.procbio.2015.08.008.
Zheng G., Liu S., Zha J., Zhang P., Xu X., Chen Y., Jiang S. Protecting Enzymatic Activity via Zwitterionic Nanocapsulation for the Removal of Phenol Compound from Wastewater. Langmuir. 2019 V. 5. N 35. P. 1858-1863. DOI: 10.1021/acs.langmuir.8b02001.
Bilal M., Iqba H., Rasheed T., Hu H. Novel characteristics of horseradish peroxidase immobilized onto thepolyvinyl alcohol-alginate beads and its methyl orange degradationpoten-tial. Internat. J. Biolog. Macromol. 2017. N 105. P. 328–335. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2017.07.042.
Sulman E.M., Matveeva V.G., Bronstein L.M. Design of biocatalysts for efficient catalytic processes. Current Opinion in Chem. Eng. 2019. N 26. P. 1–8. DOI: 10.1016/j.coche.2019.06.005.
Vineh M.B., Saboury A.A., Poostchi A.A., Rashid A.M., Parivar K. Stability and activity improvement of horseradish peroxidase by covalent immobilization on functionalized reduced graphene oxide and biodegradation of high phenol concentration. Internat. J. Biolog. Macromol. 2018. V. 106. P. 1314-1322. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2017.08.133.
Sulman A., Matveeva V., Golikova E., Grebennikova O., Lakina N., Doluda V., Karpenkov A.Y., Sulman E. Oxi-doreductase Immobilization on Magnetic Nanoparticles. Chem. Eng. Transact. 2019. N 74. P. 487-492. DOI: 10.3303/CET1974082.
Demir T., Önal S. Bioaffinity immobilization and characterization of α-galactosidase on aminophenylboronic-acid derivatized chitosan and Sepabeads EC-EA. LWT- Food Sci, Tech-nol. 2018. V. 90. P. 547-555. DOI: 10.1016/j.lwt.2017.12.073.
Fernandez-Arrojo L., Santos-Moriano P., Rodriguez-Colinas B., Ballesteros A.O., Plou F.J. Microscale proce-dure for enzyme immobilization screening and operational stability assays. Biotechnol Lett. 2015. N 37. P. 1593–1600. DOI:10.1007/ s10529-015-1835-z.
Bayraktar H., Serilmez M., Karkas T., Çelem E.B., Öna S. Immobilization and stabilization of α-galactosidase on Sepabeads EC-EA and EC-HA. Int. J. Biol. Macromol. 2011. N 49. P. 855–860. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2011.08.009.
Veverka P., Jerábek K. Mechanism of hypercrosslinking of chloromethylated styrene–divinylbenzene copolymers. React. Funct. Polym. 1999. V. 41. N 1–3. P. 21-25. DOI: 10.1016/ S1381-5148(99)00030-9.
Woodward R.T., Stevens L.A., Dawson R., Vijayaraghavan M., Hasell T., Silverwood I.P., Ewing A.V., Ratvi-jitvech T., Exley J.D., Chong S.Y. Swellable water-and acid-tolerant polymer sponges for chemoselective carbon dioxide capture. J. Am. Chem. Soc. 2014. V. 136. N 25. P. 9028-9035. DOI: 10.1021/ja5031968.
Celem E.B., Önal S. Immobilization of phytase on epoxy-activated Sepabead EC-EP for the hydrolysis of soymilk phytate. J. Molecular Catal. B: Enzymatic. 2009. V. 61. P. 150–156. DOI: 10.1016/j.mokatb.2009.06.01.
Nguyen L. T., Yang K.-L. Combined Cross-Linked Enzyme Aggregates of Horseradish Peroxidaseand Glucose Oxidase for Catalyzing Cascade Chemical Reactions. Enzyme Microb. Tech. 2017. V. 100. P. 52-59. DOI: 10.1016/j.enzmictec.2017.02.007.
Neifar S., Cervantes F.V., Bouan ane-Darenfed A., BenHlima H., Ballesteros A.O., Plou F.J., Bejar S. Immo-bilization of the glucose isomerase from Caldicoprobacter algeriensis on Sepabeads EC-HA and its efficient application in continuous High Fructose Syrup production using packed bed reactor. Food Chemistry. 2019. DOI: 10.1016/j.foodchem.2019.125710.
Grigoryev M.E., Brovko R.V., Kozlov S.D., Zorin A.I. Hydrogenation kinetics of xylosis, mannosis, lactoses and cellobiosis using Ru / ATP 100 catalyst. Int. J. Humam. Natur. Sci. 2019. V. 10-2. N 37. P. 22-26. DOI: 10.24411/2500-1000-2019-11641.
Šekuljica N.Ž., Prlainović N.Ž., Jovanović J.R., Stefanović A.B., Grbavčić S.Ž., Mijin D.Ž., Knežević-Jugović Z.D. Immobilization of horseradish peroxidase onto kaolin by glutaraldehyde method and its application in decolorization of anthraquinone dye. Hem. Ind. 2015. V. 70. P. 217–224. DOI: 10.2298/HEMIND150220028S.
Gür S.D., İdil N., Aksöz N. Optimization of Enzyme Co-Immobilization with Sodium Alginate and Glutaraldehyde-Activated Chitosan Beads. Appl. Biochem, Biotechnol. 2018. N 184. P. 538–552. DOI: 10.1007/s12010-017-2566-5.
Varfolomeev S.D. Chemical Enzymology. M.: Academiya. 2005. 480 p. (in Russian).
